INTRODUCCIÓN

El basidiomiceto Pleurotus ostreatus (Jacq.) P. Kumm; pertenece al orden Agaricales y familia Pleurotaceae, es muy importante en roles ecol.gicos como la degradación de materia orgánica, principalmente lignina y compuestos hemicelulíticos [1]. P. ostreatus es comestible y ha sido colectado y consumido desde la antigüedad [2], de fácil cultivo en diversos residuos derivados de la agroindustria, como desperdicios del aserrado de madera (aserrín) [3, 4]. Varios estudios [5, 6], han testeado la productividad y rendimiento de proteína de esta especie en diversos sustratos, por ejemplo, hojas de plátano y aserrín (38,5% de proteína), paja de trigo (25,6% de proteína), eucalipto (25,4% de proteína), y en álamo (22,9% de proteína). En Ecuador, a nivel de laboratorio se ha evaluado principalmente la eficiencia biológica en bagazo de caña [7, 8], sustratos como el aserrín, bagazo de caña, y afrecho de trigo, han sido evaluados a nivel productivo en una finca en la provincia de Pastaza [9]. Sin embargo, los estudios son limitados en los que se realice una combinación de varios sustratos.

P. ostreatus tiene un alto valor nutricional [10] conteniendo entre 57% y 61% de carbohidratos, 26% de proteína, 11,9% de fibra y 0,9% a 1,8% de grasas con base a su peso seco, también posee vitaminas como la niacina, tiamina (B1), vitamina B12, vitamina C o ácido ascórbico y minerales como potasio, fósforo y calcio [11]. Por estos elementos y compuestos, además de cultivarse libre de compuestos tóxicos como pesticidas, el consumo de esta especie podría ayudar como inmunoregulador y antitumoral, aportando en el mejoramiento de enfermedades relacionadas con neoplasias como el cáncer [12].

La demanda y consumo de macrohongos (setas y hongos) en países Nórdicos como los europeos está culturalmente muy aceptada [13]. En Latinoamérica y especialmente en el Ecuador, el conocimiento y el consumo de macrohongos no es muy popular, sin embargo, varias comunidades indígenas históricamente han venido aprovechando ciertos cuerpos fructíferos como recurso alimenticio [14]. Es así, que el consumo de P. ostreatus, una especie introducida para Ecuador, y otros hongos comestibles nativos podrían constituirse en un aporte nutricional proteínico comparable con otros suplementos alimenticios [15, 16], especialmente en poblaciones vulnerables con recursos económicos limitados.

En este sentido, el presente trabajo busca obtener un mejor rendimiento proteico del hongo P. ostreatus cultivado sin mayor control de temperatura y humedad en dos diferentes sustratos, aportando localmente información respecto de los beneficios nutricionales que posee esta especie, y así contribuir con varios puntos detallados en el segundo objetivo de desarrollo sostenible (ODS).

METODOLOGÍA

Diseño y recolección de datos

El estudio se llevó a cabo en la Finca privada “La Dolorosa” ubicada en el sector Bombuscaro, vía Romerillos 4°04’02.0”S 78°56’48.6”W, provincia de Zamora Chinchipe.

Tratamientos

Se realizó la siembra en dos procesos con 30 réplicas en bolsas plásticas de 1lb para cada uno de ellas. El tratamiento 1 (T1) es una combinación de cascarilla de café, cascarilla de arroz y aserrín en relación 1:1:1, y el Tratamiento 2 (T2) con aserrín.

Inóculo, siembra y cosecha

La cepa HUTPL-329 de Pleurotus ostreatus fue reactivada en medio PDA (medio agar papa dextrosa) inóculo primario e incubación a 27° C. Posteriormente, semillas de trigo con cáscara (aprox. 400gr por frasco) fueron sumergidas en agua entre 12-14 horas. Luego, se retiró el exceso de agua hasta alcanzar aproximadamente un 65 a 75% de humedad [17, 18].

Los diferentes frascos con semillas de trigo fueron esterilizados por autoclave (121°C por 15 min a 1,5lb de presión) y fueron inoculados con segmentos de 1mm2 (inóculo primario) de P. ostreatus, seguido de incubación a 27°C constituyendo así el inóculo secundario. Este último se almacenó hasta alcanzar un llenado completo de micelio, lográndose en unos 10 días promedio. Todo el proceso se lo efectuó en Laboratorio Cultivo y Conservación de Microorganismos de la Universidad Técnica Particular de Loja (UTPL).

Previo a la inoculación del sustrato con el inóculo secundario (un frasco con aprox. 400g de semillas colonizadas con micelio sobre 1lb de sustrato T1 y T2), se esterilizó el sustrato por medio de agua hirviendo por unos 30min. Al igual que el inóculo secundario, el sustrato se preparó con un 65 a 75% de humedad aproximadamente (prueba de la mano = aplastar el sustrato en la mano y que caigan apenas unas gotas de agua) [19], más carbonato de calcio (cal de construcción) en proporción de 1% con respecto del sustrato [20].

Las fundas de los tratamientos fueron almacenadas en un cuarto con sombra y temperatura ambiente, fluctuantes según el clima en la localidad, y verificando el periodo de tiempo hasta cumplir las diferentes etapas de desarrollo; micelio, primordios y basidiomas. Los cuerpos fructíferos se cosecharon al alcanzar una madurez adecuada, en referencia, principalmente a la coloración (blanco-grisáceo) y textura (carnosa e hidratada). Réplicas de las cepas se almacenaron en la Micoteca del Laboratorio Cultivo y Conservación de Microorganismos y basidiomas secos de Pleurotus ostreatus se almacenaron en el fungario del Herbario HUTPL.

Análisis de productividad y proteína

La productividad de P. ostreatus según los tratamientos se determinó por medio de la evaluación de la tasa de producción (TP), la eficiencia biológica (EB) con las fórmulas de cálculo según [21].

Por otra parte el análisis de proteína en los basidiomas partiendo de 0,5g de muestra, se determinó por el método de Kjeldahl (AOAC, USEPA, ISO) (Datos S1), el cual permite calcular la cantidad de nitrógeno presente en el alimento, el mismo que consiste básicamente en ebullición de la muestra en ácido sulfúrico concentrado provocando destrucción oxidativa de la materia orgánica y reducirlo a nitrógeno orgánico [22], para finalmente calcularse, el porcentaje de proteína bruta (%P), y el porcentaje de nitrógeno (%N) aplicando los siguientes componentes en la fórmula: usando al volumen de titulación de la muestra (V); volumen de titulación del blanco (Vb); constante de normalización de HCL 0,1N (K) y peso de muestra en gramos (P).

Análisis de datos

Los datos obtenidos para tasa de producción, eficiencia biológica y porcentaje de proteína en función de los tratamientos se analizaron mediante una prueba de Wilconxon. La prueba de Shapiro-Wilk fue menor a 0,05, confirmando que los datos no presentaron una distribución normal.

Resultados y Discusión

El tiempo de desarrollo de Pleurotus ostreatus (Fig. 1), fue variable entre los dos sustratos o tratamientos (T1 y T2) posterior al día uno de inoculación, siendo así: colonización miceliar completa (30 y 38 días respectivamente); primordios (35 y 45 días respectivamente); fructificación (39 y 50 días respectivamente), repercutiendo en alguno de los parámetros analizados como se explica seguidamente.

La tasa de producción (Fig. 2) y la eficacia biológica (Fig. 3) mostraron diferencias significativas entre los tratamientos. Sin embargo, el porcentaje de proteína (Fig. 4) no señaló cambios significativos (Tabla 1).

El T1 con una tasa de producción del 80% TP fue superior al 45% del T2. La tasa de producción es importante en el cultivo de este macrohongo, encontrándose valores referenciales entre 60 y 80% aplicando diferentes sustratos [23-25], siendo un indicativo que la combinación de sustratos en el T1 de este estudio es eficiente. No obstante, se debe indicar que los días para observar fructificaciones en el T1 han excediendo aproximadamente en 10 días con respecto de otros estudios [26], lo que puede estar relacionado con cambios de la temperatura.

El T1 con el 15% de EB fue a superior al T2 con el 8%. El cual preferencialmente debe ser del 100% [27-28] garantizando la convergencia y aceptabilidad del sustrato por el hongo. Los valores aquí obtenidos para el T1, con un valor medio del 15% y un 22,75% en su valor máximo, son inferiores para valores de EB obtenidos en otros estudios, por ejemplo, se ha reportado entre el 56% a 160% de EB para los sustratos de cascarilla de arroz y pulpa de café [23], siguiendo este mismo patrón, otros autores documentaron valores altos de EB para el carrizo con 123,21% [25]; paja de cebada con 59,95% [24]; restos de cultivo de frejol y tuza de maíz 64% y 62% respectivamente [29]. Así mismo, Caicedo [29] menciona que sustratos como, aserrín, kudzu, hojas de plátano y anturio pueden mantener EB entre 181% a 257%.

Los bajos porcentajes principalmente en la EB y la variación en tiempo se la atribuyen a la variabilidad de condiciones como temperatura y humedad como se sugiere en [26] provocando estrés de desecación, lo cual disminuye el metabolismo del hongo como se explica en [17]. La temperatura y humedad en la ciudad de Zamora, oscilo entre 25-27°C y humedad entre 70 y 95% respectivamente durante el periodo de siembra y cosecha. Los datos tomados a lo interno del cuarto de cultivo variaron con respecto del ambiente externo obteniendo rangos entre 24 y 26°C para temperatura y entre 60-90% para humedad, permitiendo al menos el desarrollo de los hongos.

Sorpresivamente, los datos de proteína fueron entre 40% y 35% para T2 y T1 respectivamente, muy superiores para los reportados para la misma especie entre 1,54% a 3,10% (factor de conversión de nitrógeno 4.38) [30], y para la cepa RN2 P. pulmonarius (Fr.) Quél. (sensu auct. P. ostreatus) y la cepa RN82 P. djamor (Ruumph. Ex Fr.) Boedijn con valores de proteína entre 23-43% [21]. Estos valores de proteína están ligados al tipo de sustrato que se use en el cultivo, por ejemplo, la misma especie de P. djamor cultivado en hojas de plátano y aserrín presenta un porcentaje 38,5 de proteína [5]. Así mismo, P. ostreatus puede presentar variabilidad de porcentajes de proteína al cultivarse en otros sustratos como: la paja de trigo 25,6%, eucalipto 25,4%, paja de eucalipto 24,4% y en álamo 22,9% [6]. Para el porcentaje de proteína, el T2 fue ligeramente superior al T1, lo que puede ser producto de la expresividad genética del hongo con respecto de la naturaleza del sustrato (aserrín) que al ser mucho más crudo puede contener mayores porcentajes de lignina y celulosa [31, 32] generándose mayor cantidad de proteínas como lacasa [33].

Varias muestras presentaron valores de proteína fuera de los rangos medios obtenidos, los mismos que fueron descartados como errores por una triple validación de la prueba con dichas muestras. Estos valores, probablemente se deban a posibles adaptaciones genéticas de cada muestra individual incrementando la expresividad génica y proteínica [34].

Con este estudio y aplicación del cultivo Pleurotus ostreatus usando recursos accesibles y económicos, sin controles automatizados de variables como la temperatura y humedad se ha logrado obtener un producto con un excelente porcentaje de proteína, contribuyendo con los objetivos de desarrollo sostenible (ODS), como cambiar el mundo con el fin de la pobreza o hambre cero (ODS 1 y 2), además de ayudar a poblaciones vulnerables económicamente del sector, y aportando al conocimiento de cultivo y valorización de los hongos.

AGRADECIMIENTOS

Agradecemos al financiamiento de reactivos y disponibilidad de laboratorios de Cultivo y Conservación de Microorganismos y Laboratorio de Química de la Universidad Técnica Particular de Loja UTPL.

CONTRIBUCIONES DE LOS AUTORES

Darío Cruz y Ruby Ojeda concibieron la investigación; Darío Cruz y Ruby Ojeda desarrollaron la metodología y realizaron el trabajo de campo; Diego Maza y Ruby Ojeda desarrollaron metodología de laboratorio; Ángel Benítez diseñó el modelo y corrió los análisis; Darío Cruz y Ángel Benítez redactaron el manuscrito; Ruby Ojeda, Daniel Capa y Diego Maza revisaron críticamente el contenido intelectual del manuscrito; Darío Cruz tomó la fotografía de la figuras 1; Ángel Benítez aporto con las figuras 2, 3 y 4.

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